CULTIVARES RESISTENTES COMBATEM A PODRIDÃO-DO-PÉ EM MAMOEIRO

CULTIVARES RESISTENTES COMBATEM A PODRIDÃO-DO-PÉ EM MAMOEIRO

Entre as principais doenças que limitam o aumento da produção e exportação do mamoeiro está a podridão-do-pé e dos frutos causada por Phytophthora palmivora (Butl.) que ocorre praticamente em todas as regiões produtoras da fruta no mundo (Silva, 2001). A utilização de cultivares com resistência é a forma mais econômica de controlar P. palmivora em mamoeiro (Dianese, 2006). No entanto, a literatura sobre o assunto é escassa e não se dispunha de um método de inoculação artificial eficiente e que se assemelhe à infecção natural.

Com o objetivo de estabelecer uma metodologia padrão para testar resistência à podridão-do-pé do mamoeiro, avaliaram-se três métodos de inoculação, cinco concentrações de inóculo e quatro idades das plântulas.

Os experimentos foram desenvolvidos em casa de vegetação da Seção de Fitopatologia e no Laboratório de Phytophthora do Centro de Pesquisas do Cacau (Ceplac), em Ilhéus, na Bahia. Foi utilizado o isolado 356 de P. palmivora, obtido de raízes de mamoeiro infectadas com a doença, no município de Mucuri, Bahia. Foram testados em um experimento, repetido duas vezes, três métodos de inoculação (Figura 1), aplicados em plântulas aos 60 dias de idade, dos genótipos Golden, Kapoho Solo e Calimosa, com as concentrações de inóculo 5×103, 104, 5×104, 105 e 5×10zoósporos/ml.

 

O experimento

 

No método 1 ocorreu a deposição do inóculo em substrato encharcado (DSE. Os tubetes com as plântulas que estavam com aproximadamente 15cm de altura (60 dias após a semeadura), foram imersos em água, ao nível da borda do tubete, até atingir a saturação do substrato.

Depositou-se na superfície do substrato, sem atingir a plântula, 1ml da suspensão de zoósporos de P. palmivora em cada tubete, com uma pipeta automática, respeitando-se os tratamentos de acordo com as concentrações. Os tubetes permaneceram imersos por mais uma hora e depois deste período foram retirados lentamente da água e colocados em casa de vegetação.

No método 2 ocorreu a deposição do inóculo no substrato. As plântulas foram inoculadas por deposição da suspensão diretamente sobre o substrato, sem encharcamento. Ao aplicar a suspensão teve-se o cuidado de não atingir o coleto das plântulas.

No método 3 se procedeu a imersão do sistema radicular em suspensão de zoósporos (ISR). As plântulas foram retiradas dos tubetes com todo cuidado para não causar danos ao sistema radicular, que foi lavado em água corrente para remover os resíduos do substrato, e a seguir imerso por 20 minutos em 200ml das suspensões de zoósporos. Após esse período, as plântulas foram cuidadosamente transplantadas para os tubetes contendo substrato comercial (50%) + solo esterilizado (50%).

Para estudar o efeito da idade das plântulas no momento da inoculação foram inoculadas plântulas com 45 dias, 60 dias, 75 dias e 90 dias após o plantio, utilizando a concentração de 5×10zoósporos/ml e o método DSS. O experimento foi estabelecido em delineamento inteiramente casualizado, em arranjo bifatorial 3×4 (três cultivares e quatro idades) com dez repetições e as testemunhas. Os tempos médios de vida das plântulas de cada tratamento foram comparados entre si pelo teste Tukey (p>0,05).

A partir do quinto dia de inoculação, independentemente do método de inoculação utilizado, algumas plântulas apresentaram sintomas da doença e, com aproximadamente dez dias, várias delas já estavam tombadas em decorrência da infecção pelo patógeno. O período mais crítico para infecção abrangeu os dez primeiros dias após a inoculação. As plântulas apresentaram amarelecimento, anelamento da região do coleto, tombamento e morte. Quando tombadas, os sistemas radiculares já estavam apodrecidos. O patógeno foi re-isolado de todas as plântulas tombadas (Figura 2).

O tempo máximo de vida após a inoculação foi de 30 dias, pois a maioria das plântulas inoculadas, independentemente do método ou da concentração de inóculo, já havia apresentado sintomas da doença e/ou morrido. As testemunhas, para os três métodos de inoculação, não apresentaram sintomas.

Houve efeito significativo para genótipos, métodos de inoculação e concentração de inóculo (p>0,05), sem que ocorressem interações significativas entre as três variáveis. Isto indicou que os efeitos dessas variáveis foram independentes entre si (Tabela 1).

As plântulas de Kapoho tiveram um tempo médio de vida superior aos demais genótipos. No entanto, Calimosa, considerada empiricamente como tolerante à podridão-do-pé e dos frutos do mamoeiro, não diferiu estatisticamente de Golden, comprovadamente suscetível. Plântulas inoculadas com todas as concentrações de zoósporos foram infectadas pelo patógeno. Os tempos médios de vida dessas plântulas, independentemente do genótipo ou do método de inoculação, variaram de 19 dias (5×103 zoósporos/ml) a 14 dias (5×105zoósporos/ml). As concentrações mais altas 5×104, 1×105 e 5×105 zoósporos/ml, diferiram estatisticamente das mais baixas, 5×103 e 1×104 zoósporos/ml (Tabela 1).

No experimento 2, onde foram utilizadas apenas três concentrações, o menor tempo médio de vida foi observado para as plântulas inoculadas com 105zoósporos/ml (15 dias).

As plântulas inoculadas através do método de imersão do sistema radicular apresentaram menores tempos médios de vida, o que já era esperado, por tratar-se de um método mais drástico, com exposição direta do sistema radicular ao patógeno.

O método com encharcamento (DSE) foi utilizado tentando simular as condições de campo, pois a ocorrência de excesso de água nas plantações e altas precipitações pluviométricas favorecem epidemias da podridão-do-pé causada por P. palmivora (Ko, 1994). Devido à praticidade, o método DSS deve ser selecionado para testes de resistência em cultivares ou genótipos de mamoeiro sob ambiente controlado.

Quanto à escolha da melhor concentração de inóculo, deve-se levar em consideração que para avaliar a resistência de genótipos de qualquer cultura a Phytophthora spp., não deve ser escolhida uma concentração que estabeleça um tempo médio de vida baixo ou um nível de infecção alto para as plantas, tampouco uma que proporcione tempo de vida muito elevado ou baixo nível de infecção (Luz & Silva, 2001). As concentrações 5×104 e 105 zoósporos/ml, que para o experimento 1 (Tabela 1) não diferiram entre si e também não diferiram de 5×105 zoósporos/ml, podem ser usadas para este fim. Segundo Ko (1971), plântulas com mais de 90 dias adquirem resistência em condições de campo a P. palmivora. Por esta razão foram testadas idades superiores a 90 dias.

No experimento conduzido para verificação do efeito da inoculação em plantas de diferentes idades, os efeitos de genótipos, idade das plântulas e interação idade x genótipo foram significativos.

A inoculação de plantas mais jovens resultou em manifestação de sintomas mais precoces e mais intensos que a inoculação de plantas mais velhas.

Plântulas inoculadas aos 90 dias após a emergência, em todos os três genótipos testados, apresentaram maiores médias de tempo de vida (Tabela 2).

Plântulas do genótipo Golden inoculadas aos 60 dias e 90 dias após a semeadura sobreviveram menos tempo à inoculação do que as de Kapoho Solo que de modo geral apresentaram maiores tempos de vida dos que os outros dois genótipos utilizados. O método de inoculação (DSS) e a concentração de inóculo (5×104 zoósporos/ml) utilizados permitiram a diferenciação da resistência ao patógeno existente neste genótipo.

Assim, para inocular P. palmivora para avaliação de resistência em mamoeiro pode-se utilizar o método sem encharcamento, as concentrações 5×104 ou 105zoósporos/ml e plantas aos 60 dias após a semeadura.

 

Tacila Ribeiro Santos, Edna Dora Martins Newman Luz

 

 Clique aqui para ler o artigo 78 da Cultivar Hortaliças e Frutas.

 

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